30/04/2018
TOMA Y REMISIÓN DE MUESTRAS AL LABORATORIO DE DIAGNÓSTICO
1
30/04/2018
Muestra: parte o porción representativa extraída de un conjunto para estudiarlo La información que el laboratorio puede proporcionar depende de la calidad de la muestra. Una toma mal realizada o mal transportada puede ocasionar que: No se recupere el agente etiológico. Resulte un diagnóstico errado. Toda muestra debe llegar al laboratorio acompañada de un Protocolo de envío.
2
30/04/2018
PROTOCOLO DE ENVÍO DATOS GENERALES DEL ESTABLECIMIENTO Ubicación. Tipo de producción. Manejo, Plan sanitario. DATOS PARTICULARES DEL ANIMAL O DEL RODEO Datos epidemiológicos. Hallazgos clínicos y de laboratorio. Lesiones observadas durante la necropsia. Diagnóstico presuntivo Tratamiento realizado y resultados obtenidos. DATOS DE LA MUESTRA Fecha de obtención. Naturaleza del material enviado. Localización de la toma y procedimiento de extracción. Forma de conservación. Si la muestra proviene de un cadáver consignar las horas pasadas desde la muerte. Si la muestra proviene de un animal bajo tratamiento hacer constar qué antibióticos se usaron y qué tiempo ha transcurrido desde la última administración. Análisis solicitado (los microorganismos no buscados muchas veces se pierden).
3
30/04/2018
CRITERIOS GENERALES PARA LA TOMA Y REMISIÓN DE MUESTRAS AL LABORATORIO DE MICROBIOLOGÍA
4
30/04/2018
Trabajar con estrictas normas de asepsia, para evitar la contaminación de la muestra con gérmenes foráneos al sitio de recolección.
• • • •
Seleccionar una muestra representativa, lo que dependerá de: que el material proceda del lugar de infección, que sea tomado en el momento oportuno, que la cantidad de muestra sea suficiente, que el número de muestras sea el adecuado para un caso dado. Utilizar la técnica y el material idóneos para la recolección y el almacenamiento. Realizar el transporte con el acondicionamiento adecuado.
5
30/04/2018
RECOLECCIÓN Y MANEJO DE DISTINTOS TIPOS DE MUESTRAS
6
30/04/2018
Las muestras se deben tomar con material estéril y el transporte debe ser el adecuado. Se debe descontaminar la piel con alcohol o compuestos iodados antes de la recolección de las muestras por punción. Las muestras provenientes de lugares del organismo normalmente estériles presentan menos problemas que aquellas provenientes de lugares del organismo normalmente contaminados. Para estudios bacteriológicos, todas las muestras deberían recogerse antes de la instauración del tratamiento antibiótico .
7
30/04/2018
SECRECIONES Secreciones oculares, respiratorias, óticas, genitales. Hisopos estériles. Medio de transporte. Evitar la desecación.
8
30/04/2018
HISOPOS ESTÉRILES Y MEDIO DE TRANSPORTE DE STUART
9
30/04/2018
LECHE: lavar los cuartos afectados y descartar los primeros chorros. Utilizar recipientes estériles.
10
30/04/2018
LÍQUIDOS CORPORALES Ejemplos: líquidos pleural, pericárdico, cefalorraquídeo, peritoneal, articular . Jeringas y agujas estériles. Necropsia o punción. Tubos estériles.
11
30/04/2018
SANGRE Punción-aspiración previa tricotomía y desinfección de la piel, a partir de las venas recomendadas para cada especie animal.
Hemocultivo. Suero.
12
30/04/2018
HECES Cuando las demoras son inevitables la muestra debería incluirse en un conservador, como por ejemplo buffer fosfato mezclado con glicerol. Se deben elegir partes que muestren mucus o sangre, porque allí se encuentran más microorganismos. Trozo de intestino ligado durante la necropsia. Contenido del recto obtenido durante el tacto rectal. Hisopados rectales en pequeños animales. Heces ya emitidas: se recolecta una parte que no esté contactando con el suelo; 1 a 2 gr si son formadas o pastosas y 5 a 10 ml en el caso de las heces líquidas.
13
30/04/2018
14
30/04/2018
Recipiente de boca ancha y cierre hermético, limpio, sin restos de jabones, detergentes o desinfectantes.
15
30/04/2018
ORINA Toma: Durante la emisión, descartando los primeros chorros. Cateterismo. Punción vesical. Usar recipientes estériles. Procesar la muestra antes de las 24 horas. Se considera bacteriuria cuando se obtienen más de 100.000 colonias por ml de orina por conteo viable o cuando se observan en un frotis de sedimento teñido con Gram por lo menos 2 bacterias por campo del microscopio, observando con 1000X.
16
30/04/2018
MATERIAL DE NECROPSIAS
BIOPSIAS
O
Secreciones Hisopar las superficies de los órganos y de las cavidades apenas abierto el cadáver y antes de la manipulación de los órganos. Enviar los hisopos en medios de transporte conjuntamente con el resto de los materiales.
17
30/04/2018
MATERIAL DE NECROPSIAS
BIOPSIAS
O
Muestras líquidas Se aspiran con jeringa y aguja siguiendo técnicas asépticas apenas abiertas las cavidades Se envían al laboratorio en la misma jeringa o se traspasan a tubos estériles.
18
30/04/2018
MATERIAL DE BIOPSIAS O NECROPSIAS Órganos Pueden recolectarse los órganos enteros. Puede tomarse un trozo de cada órgano, el cual nunca debe ser menor a 6 cm3 y siempre debe conservar una parte de la serosa o cápsula intacta. Recipiente estéril con tapa de rosca o bolsas de polietileno. Pueden añadirse unas gotas de suero salino estéril para prevenir la desecación en el caso de muestras de pequeño tamaño. Las muestras para cultivo de anaerobios se colocan en bolsas especiales, pero si no se cuenta con ellas se procura extraer el aire de una bolsa de polietileno común.
19
30/04/2018
BIOSEGURIDAD
20
30/04/2018
ROLLO DE BOLSITAS DE POLIETILENO
21
30/04/2018
22
30/04/2018
MUESTRAS DE PIEL
Ejemplos: lesiones supurativas, heridas, abscesos, fístulas , etc. Remitir la muestra en la jeringa o traspasarla a un contenedor estéril. Las heridas abiertas, úlceras o fístulas se contaminan a menudo con microorganismos cutáneos, de las mucosas o del medio ambiente.
23
30/04/2018
Lesiones supurativas: descartar con torunda de gasa o algodón el material superficial y con un hisopo recolectar el exudado más profundo. Heridas con secreciones purulentas: aspirar material con aguja y jeringa y enviar la jeringa o instilar solución fisiológica estéril en la herida y recoger con jeringa o torunda o hisopo. Abscesos cerrados: desinfectar la piel antes de la punción y realizar una punción-aspiración del absceso con jeringa y aguja estériles. Fístulas: desinfectar la entrada y tratar de raspar el conducto. Lesiones ulcerosas de piel y mucosas: realizar biopsias.
24
30/04/2018
RECOLECCIÓN DE MUESTRAS PARA CULTIVO DE ANAEROBIOS Recolectar material de animales recién muertos. Enviar frotis realizados durante la necropsia. Eliminar el aire de los recipientes (bolsas, por ejemplo). Procesar las muestras apenas recibidas.
25
30/04/2018
TRANSPORTE DE MUESTRAS AL LABORATORIO DE MICROBIOLOGÍA
26
30/04/2018
Todas las muestras deberán ser enviadas al laboratorio lo más rápidamente posible. La mayoría de los microorganismos resisten bien las temperaturas bajas, por lo que los productos pueden mantenerse a temperaturas de entre 2º y 8ºC (excepto heces y muestras de anaerobios). Virología: Temperatura adecuada Si llegan a laboratorio en 1 día: a 4ºC, si no, a -70 ºC. No congelar a -20 ºC.
27
30/04/2018
HELADERITAS Y REFRIGERANTE
28
30/04/2018
29
30/04/2018
MEDIOS DE TRANSPORTE Cuando la viabilidad de los microorganismos es escasa. Cuando la posibilidad de desecación de la muestra es grande. Cuando es importante mantener la proporción entre las bacterias presentes en la muestra. Cuando el número de microorganismos significativos es muy pequeño.
30
30/04/2018
31
30/04/2018
CARACTERÍSTICAS DE LOS MEDIOS DE TRANSPORTE No son nutritivos. Preservan a los microorganismos. Impiden el crecimiento de la flora bacteriana acompañante. Son provistos al clínico por el laboratorio de diagnóstico. Pueden conseguir supervivencias de 24 horas a temperatura ambiente, pero deberían enviarse rápidamente al laboratorio. Para transportes muy cortos puede usarse caldo nutritivo común o caldo para anaerobios.
32
30/04/2018
MEDIOS DE TRANSPORTE PARA VIROLOGÍA Buffer de fosfatos (PBS) + 2 % SFB + ATB + AM MEM + 2 % SFB + ATB + AM MEM + glicerina 50 % + ATB + AM
33
30/04/2018
Para el transporte a grandes distancias deberá prepararse una encomienda que no sólo conserve los materiales a bajas temperaturas sino que presente las condiciones de seguridad adecuadas para el personal que lo transportará y para el público en general
34
30/04/2018
MATERIA FECAL PARA PARASITOLOGÍA - GRANDES ANIMALES: CON GUANTE O DEL SUELO APENAS EMITIDA, SIN CONTACTO CON EL SUELO. BOLSA Y CERRAR QUE QUEDE SIN AIRE DENTRO. PARA HPG Y CULTIVO DE LARVAS. - PEQUEÑOS ANIMALES: RECIÉN EMITIDA, SERIADA (3-5 DÍAS), TODO EN UN MISMO FRASCO CON FORMOL AL 10 %.
35
30/04/2018
Errores mas comunes en el envío de muestras al laboratorio Recepción de muestras contaminadas. Ausencia de un protocolo adecuado. Falta de identificación de las muestras.
36
30/04/2018
Las condiciones de envío, el destino y la obligación de declararla dependerá de la enfermedad infecciosa de la cual se trate, y siempre implicará mayores cuidados y requisitos para el caso de las enfermedades emergentes.
37
